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实验方法

脊髓蛛网膜下腔置管技术

2020年04月03日 浏览量: 评论(0) 来源:《神经疾病动物模型制备理论与技术》 作者:王延华 李力燕 李利华 主编 责任编辑:yjcadmin

一、实验目的    构建脊髓蛛网膜下腔置管的SD大鼠模型。

二、实验技术及原理    利用腰穿给药的原理建立脊髓蛛网膜下腔置管的模型。

三、材料与方法

(一)实验试剂和主要仪器

1.实验试剂  水合氯醛、生理盐水、75%乙醇、碘伏、青霉素钠、2%利多卡因等。

2.实验器  手术刀、眼科剪、组织剪、有齿镊、持针器、弯钳、蚊钳、缝针、缝线、7号针头(去针尖打磨)、PE-10导管(外径0.6mm,内径0.3mm)、腰麻针针芯(直径0.3mm)、微量进样器等。

(二)实验动物

健康雌性SD大鼠,体重200—2509,清洁级,由四川大学动物实验中心提供。

(三)实验步骤

1.麻醉  成年SD大鼠称重并记录,腹腔注射10%水合氯醛(100mg/kg)麻醉。

2.置管  PE-10导管剪成8cm一段分装,高压消毒、封存备用。大鼠取俯卧位,下腹部垫一个20ml注射器。左手置于大鼠脊柱下段两侧,可触及一对钝形突起——髋结节,其水平连线为大鼠L6水平。剪毛、碘伏消毒。于背部正中线L3~L4间隙处做长约2cm的皮肤纵切口,切开筋膜,钝性分离L3及L4棘突周围肌肉,暴露L3~L4棘突间隙,部分L3、L4棘突切除,形成“V”形切口,以利于手术操作。进一步暴露上、下关节突间黄韧带。左手持弯钳提起上位棘突,右手以7号针头探查,穿破黄韧带及硬脊膜,以鼠尾突然出现侧摆或后腿突然出现抽动为成功标志,同时可见清亮的脑脊液外溢。经硬脊膜破口向尾侧插入PE-10导管2cm。此时可见导管内充盈清亮的脑脊液。脊髓蛛网膜下腔置管成功后,固定、缝扎导管。至少缝扎两次,以防脱落。生理盐水10μl冲洗PE-10导管,防止血栓堵塞。管腔用消毒后的腰麻针针芯封闭,防止脑脊液外溢。针芯务必完全置于管腔内,尽量不要外露,以防刺激引起肉芽组织增生,给下一步实验增加难度。导管埋于皮下,缝合切口。术毕肌内注射青霉素钠。台灯照射保温1~2h。大鼠单笼饲养1周,每日检查有无脊髓神经损伤及局部感染现象。

四、结果评估

(1)大鼠脊髓蛛网膜下腔置管术,手术时间为20~30min。每日观察未见脊髓神经损伤表现。

(2)蛛网膜下腔给药注射的可靠性:①蛛网膜下腔注射20μl亚甲蓝,打开椎管,暴露脊髓,发现导管均位于蛛网膜下腔内。②蛛网膜下腔注射2%利多卡因10μl,2min内大鼠全部出现双后肢瘫痪,钳夹双上肢躲避反射存在,而双下肢无反应,夹尾反射消失,证明药物已在脊髓起作用。

五、大鼠脊髓蛛网膜下腔置管术优势

大鼠脊髓蛛网膜下腔置管术作为一项较新的方法,相比以前的方法有以下优势:

(1)导管的固定方面:采用缝扎法,可充分固定导管,并将导管置于皮下,有效降低了导管脱落率。

(2)抗感染方面:严格消毒,无菌操作,术毕肌内注射或腹腔注射抗生素,在一定程度上减小了感染的发生率,且导管埋于皮下,伤口缝合,减少了细菌接触。

六、本技术需要的注意事项

(1)大鼠注意抗感染,主要措施包括手术器械的消毒、切口的消毒、术后预防性注射抗生素。

(2)麻醉及术前、术中和术后注意保温,保温的方法有实验桌内装灯、电褥、台灯照射等。

(3)手术过程中动作要轻柔,避免损伤脊髓,尽可能减少出血。遇到阻力较大的情况时,切不可硬性插入,以免损伤脊髓和脊神经根,可将插管退回少许,转动插管,换一下方向或者调整一下大鼠的体位。

(4)蛛网膜下腔给局麻药时应缓慢,防止麻醉平面过高,引起呼吸、循环抑制。


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