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饲养管理

小鼠的使用管理

2020年05月07日 浏览量: 评论(0) 来源:《实验动物管理与使用指南》 作者:贺争鸣 李根平 朱德生 卢胜明 主编 责任编辑:yjcadmin

一、小鼠的获取

1.来源

实验应用的小鼠应来自获得实验动物生产许可证的单位,并附有实验动物质量合格证明和最近一次的质量检测报告。从境外引进小鼠,按照实验动物进出口的有关规定执行。

2.运输与接收

1)运输

无论何种运输方式,都需要使用特制的小鼠运输盒,运输盒上有一层高效滤膜能防止外界微生物污染,同时,运输盒应能够承受短暂性的挤压。提供舒适安全的环境及防止小鼠在运输过程中逃逸,而且运输盒要保证足够的通风。

运输工具需要有温度控制设备,以减少小鼠在运输中对于过热或过冷天气的反应及不适。如果运输期间超过6h以上,则需添加足量饮水及饲料。

2)接收

当小鼠抵达目的地时,通过传递设施进入隔离检疫区域。动物饲养管理人员应小心地打开运输箱,检查小鼠是否有任何死亡或异样。将小鼠移入灭菌的鼠盒,并给予足够的饮水及饲料,再移入隔离检疫室,观察是否有任何异常行为或疾病的迹象。一般观察3~5天后投入使用。

3.观察与健康评价

1)每日巡视

设施内的所有小鼠每日应巡视至少一次,观察小鼠的精神状况、采食和饮水情况,以及有无疾病症状。外观判断小鼠健康的标准是:①食欲旺盛;②眼睛有神,反应敏捷;③体毛光滑,肌肉丰满,活动有力;④身无伤痕,尾不弯曲,天然孔腔无分泌物,无畸形;⑤粪便黑色呈麦粒状。

2)异常动物的处理

小鼠如呈现疾病症状或行为异常时,应立即向兽医报告,并作适当处理。如有怀疑感染或生病的小鼠应立即原地单笼隔离,对尸体、废物、废水应进行无害化处理;小鼠呈现传染病症状时,应转入隔离检疫室,并加强消毒管理;发病濒死动物与死亡动物必须进行病理解剖与必要的实验室诊断,实验室检测指标由兽医根据需要确定,包括寄生虫检查、血液生理学及血液生化学、血清抗体检测、细菌分离等。

3)小鼠健康监测

除每日巡查及对患病动物进行及时处理之外,还应按照国家标准定期对小鼠进行质量监测。目前实验动物的微生物和寄生虫国家标准规定每3个月至少进行一次检测。

小鼠出现疾病一般不进行治疗,确诊后进行淘汰,一些珍贵品系或基因修饰的小鼠可进行相应治疗,但必须与大群隔开。

二、基本操作技术

(一)抓取与保定

徒手保定:小鼠性情比较温顺,一般不会主动咬人。在小鼠较安静时打开鼠笼盖,一般情况下用右手靠近鼠尾尾根部捏住并将其提起,放在较粗糙的平面或鼠笼盖上,轻轻地向后拉鼠尾,当其向前爬行时,用右手拇指和食指捏住小鼠颈部皮肤和两耳,捏住后翻转右手,掌心向上,将鼠体置于右手掌心中,左手拉住小鼠尾部,用左手无名指或小指压紧尾根,使小鼠身体成一条直线。此种抓取固定方法适用于肌内注射、腹腔注射、灌胃等操作。

器械保定:取尾血或进行尾静脉注射等操作需使用特定的固定装置,即将小鼠的身体固定,并将尾部充分暴露出来。如进行外科手术、心脏采血、解剖等操作,需使用固定板进行固定。固定板可以是根据实际情况自制的泡沫板、木质板、蜡板等。

(二)供试品给予方法

1.经口途径

经口给药通常有口服与灌胃两种,口服法可将药物放入饲料或溶于饮水中,直接由小鼠摄取,此方法虽简单方便,但往往剂量不够准确。目前常用灌胃法。用左手徒手法固定小鼠,使之身体呈垂直或略向后仰,颈部拉直。右手持灌胃器,沿体壁用灌胃针测量口角至最后肋骨之间的长度,作为插入灌胃针的深度。然后经口角插入口腔,与食管成一直线,轻轻转动针头刺激鼠的吞咽,再将灌胃针沿上腭(咽后)壁缓慢插入食管2~3cm,通过食管的膈肌部位时略有抵抗感。如动物正常呼吸且无异常挣扎行为,即可注入药液。如遇阻力应抽出灌胃针重新插入。一次灌注药量为0.1~0.2ml/10g体重,不超过0.4ml/10g体重。操作宜轻柔,防止损伤食管,如药液误入气管内,动物会立即死亡。

2.经皮途径

为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用和致敏作用等,可采用经皮肤给药方法。采用背部一定面积的皮肤,经脱毛后,将一定的药液涂在皮肤上,药液经皮肤吸收。

3.注射途径

1)皮内注射

先将注射部位及其周围的被毛用弯剪剪去,以75%酒精棉球局部消毒。然后用左手将皮肤捏成皱襞,右手持注射器,使针头与皮肤呈30°角刺入皮下,再将针头向上挑起并稍刺入,即可注射。注射后,可见皮肤表面鼓起一小丘,同时因注射部位局部缺血,皮肤上的毛孔极为明显。小鼠的皮内注射通常都选用背部脊柱两侧的皮肤。

2)皮下注射

先用酒精棉球消毒需注射部位的皮肤,再将皮肤提起,用注射针头穿刺入皮下。一般先沿纵轴方向刺入皮肤,再沿体轴方向将注射针推进10mm左右。若左右摆动针尖很容易,则表明已刺入皮下。然后轻轻抽吸,如无回流物即可缓缓注射药液。注射后,缓慢拔出注射针,稍微用手指压一下针刺部位,以防止药液外漏。小鼠皮下注射通常选用颈背部的皮肤。

3)肌内注射

将注射部位被毛剪去,酒精棉球消毒后,右手持注射器,使注射针与肌肉成60°角,一次刺入肌肉中。注射药液之前,要先回抽针栓,如无回血则可注入药液。因小鼠肌肉较少,一般不做肌内注射。如实验必须做肌内注射时,选小鼠一侧后肢大腿外侧肌内注射。

4)静脉注射

小鼠一般采用尾静脉注射法。小鼠尾部血管在背、腹侧及左右两侧均有集中分布,每侧均有数对伴行的动、静脉组成的血管丛。在这些血管中有三根比较粗大:腹侧的动脉和两侧的静脉。两侧尾静脉比较容易固定。操作时,先将动物固定在固定器内或扣在烧杯中,使尾巴外露,尾部用45~50℃的温水浸泡半分钟或用酒精棉球擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,然后将尾部向左或向右捻转90°,使一侧尾静脉朝上,以左手拇指和食指捏住鼠尾,使静脉充盈,用中指和无名指从下面托起尾巴,右手持注射器,使针头与静脉小于30°的角度,从尾下1/4处(距尾尖2~3cm)进针,刺入后先缓注少量药液,如无阻力,血管在瞬间变白,表示针头已进入静脉,可继续注入。一次注射量不超过0.25ml/10g体重。注射完毕后把尾巴向注射侧弯曲以止血,或者用消毒棉球压迫止血。如需反复注射,应尽可能从尾巴末端开始,之后向尾根部方向移动注射。

5)腹腔注射

徒手法固定小鼠,用左手拇指和食指紧紧抓住颈背部两耳之间的松弛皮肤,手掌成杯状握住鼠背,使得腹部皮肤伸展,同时用小指压住尾根。注射时,应使动物头部略低,腹部抬高,右手将注射器的针头刺入。进针部位是距离下腹部腹中线稍向左或右lcm的位置。针头先到达皮下,继续向前进针3~5mm,再以45°刺入腹肌,针尖通过腹肌后有突破感,抵抗力消失,回抽无血。固定针尖,缓缓注入药液。小鼠一次注射量不超过0.2ml/10g体重。

6)脑内注射

将小鼠额部消毒。操作者用左手拇指及食指抓住鼠两耳和头皮并固定好动物,右手用套有塑料管、针尖露出2mm长的5号针头,直接由额部正中刺入脑内注射。

(三)样品收集

1.血液采集

1)尾尖采血

用刀片划破或用针刺破尾部静脉血管,会有血滴出,用于少量采血。反复多次采血应从尾尖部开始。

2)眶静脉窦采血

小鼠麻醉后侧卧位固定于实验台上,左手拇、食两指从背部较紧地握住小鼠的颈部(应防止动物窒息)。取血时,左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧,使头部静脉血液回流困难,眼球充分外突,眶静脉丛充血。右手持针头刺破球结膜,会有血液流出,以采血管采血。采血后用消毒纱布压迫眼球30s。采血部位经3~7天即可恢复。若反复采血,可左右眼交替使用。

3)腹主动脉采血

小鼠麻醉后,仰卧于实验台上,剖开腹腔,移开腹部脏器,暴露附于后腹壁的腹主动脉,以注射器向心方向刺入抽取血液。此法常用于实验结束时,采血量较大。

2.粪便采集

采集粪便标本的方法,因检查目的的不同而有差别。通常是采集自然排出的粪便。小鼠可用肛拭予采集粪便:将灭菌棉签用灭菌生理盐水或培养液稍浸湿后,轻轻插入动物肛门深处3~4cm,缓缓转后取出,棉签上即沾有粪样。

3.尿液的采集

将小鼠放在特制的代谢笼内饲养,动物排便时,可通过笼子底部的大小便分离漏斗,将尿液与粪便分开,从而达到采集尿液的目的。此外,小鼠在捉拿等应激状态会有几滴尿液排出,可用于微量样本采集。

4.精液采集

可收集雌雄交配后4~24h的雌性动物生殖道内的阴道栓,涂片染色观察凝固的精液。也可采用附睾内采精法。由于附睾内储存有大量精子,故可从性成熟雄性小鼠附睾中直接采集精液。将性成熟的雄性小鼠用颈椎脱臼法处死,立即摘出睾丸和附睾,在灭菌滤纸上除去血液和脂肪组织,然后用前端尖锐的剪刀剪开附睾尾,取出精子团。整个附睾中,只有附睾尾中才有成熟的精子,故欲采集成熟精子,必须从附睾尾采集。

(四)麻醉与镇痛

在进行外科手术或者实验的时候必须使用麻醉和镇痛药物来避免对小鼠造成疼痛。很多麻醉药物会对实验结果及小鼠生理机能指标产生影响,因此要根据实验的类型、目的及实验持续的时间和小鼠的年龄、品系来选择合适的麻醉剂和麻醉方法。

小鼠常用吸入麻醉的方法,吸入麻醉药物常见的有安氟醚、异氟烷、乙醚等。小鼠吸入麻醉需在通风橱内进行,将含有吸入麻醉剂的棉球或纱布放入麻醉箱内,也可用小型干燥器或用塑料薄膜封口的大烧杯代替麻醉箱,将小鼠放入麻醉箱,观察小鼠的行为。开始时动物出现兴奋,继而出现抑制,自行倒下。当动物角膜反射迟钝、肌肉紧张度降低时,即可取出动物进行试验。小鼠吸入麻醉维持时间较短,常用于采血等操作。

也可使用注射药物的方式进行麻醉,常用药物包括戊巴比妥、氯胺酮等。给药途径及给药剂量见表10-1。

(五)安死术

1.脱颈椎(颈椎脱臼)法

脱颈椎法是指在枕骨大孔处施加强大的外力,使颈椎脱臼,脊髓与脑髓的联系迅速中断,小鼠瞬时死亡。将小鼠放在桌面或笼盖上,左手拇指和食指按住鼠头部后端接近枕骨大孔处,或用剪刀、大镊子等器具按压住该部位,右手抓紧鼠尾,迅速向后上方用力一拉,使颈椎脱臼,小鼠立即死亡。由于破坏的是脊髓和脑髓,动物的脏器没有受到损坏,可以用来取样,进行其他实验。

2.吸入法

把小鼠放入密闭容器中,向容器中充入麻醉气体,小鼠因吸入过多麻醉药品缺少氧气而死亡。常使用的药物为二氧化碳、异氟烷、乙醚等。现在有商品化的二氧化碳动物处死器。

3.注射法

一般采用腹腔注射途径,过量注射麻醉剂,采用麻醉用剂量的10~25倍。

4.断头法

利用专用的小鼠断头剪刀或断头器(一种专用铡刀)处死小鼠。


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