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非人灵长类动物糖尿病模型种群建立及标准化研究--写在《实验动物管理条例》发布实施三十周年系列篇之四十九

2019年01月21日 浏览量: 评论(0) 来源:国家实验动物专家委员会简报 2019年第6期 作者:叶华虎 周小军 王进 张彦 赵志虎 法云智 孙岩松 责任编辑:admin
摘要:资源增量是实验动物科技发展的核心任务,是实验动物对生命科学研究提供支撑和服务的基础和保障。自上世纪80年代以来,我国老一辈实验动物科学家苦心孤诣,在实验动物资源研发工作中取得的多项开创新成果。为此,借“科技资讯”之窗,陆续推出我国实验动物专家在此领域所作的工作及取得的应用成果。
编者:1988年《实验动物管理条例》发布实施,在实验动物工作规范化、法制化管理,保障实验动物和动物实验的质量,推动我国科技发展和民生保障等方面发挥了重要作用。特别是在实验动物资源标准化、新品种/品系开发和动物模型创制方面,取得了令人瞩目的成果。
 
资源增量是实验动物科技发展的核心任务,是实验动物对生命科学研究提供支撑和服务的基础和保障。自上世纪80年代以来,我国老一辈实验动物科学家苦心孤诣,在实验动物资源研发工作中取得的多项开创新成果。
 
为此,借“科技资讯”之窗,陆续推出我国实验动物专家在此领域所作的工作及取得的应用成果。
 
 
非人灵长类动物糖尿病模型种群建立及标准化研究
 
叶华虎1,周小军1,王进1,张彦2,赵志虎2,法云智1,孙岩松3
 
1军事医学研究院实验动物中心,北京 100071  2军事医学研究院生物工程研究所,北京 100071  3军事医学研究院微生物与流行病研究所,北京 100071
 
一、非人灵长类动物糖尿病模型的研究意义
 
糖尿病是机体糖代谢失衡而导致以血糖水平异常升高甚至尿糖为表征的一种慢性疾病。胰岛素作为血糖最重要的调节器,根据患者血清胰岛素水平,临床上将糖尿病分为1型(Type 1 diabetes mellitus, T1DM)和2型(Type 2 diabetes mellitus, T1DM)。T1DM又称为胰岛素依赖型糖尿病(Insulin-dependent diabetes mellitus, IDDM),即因患者胰岛β细胞失活,血清胰岛素绝对量缺乏;而T2DM主要表现为胰岛素抵抗,即患者因胰岛素受体通路受损而导致血糖异常升高,也被称为非胰岛素依赖型糖尿病(Non-insulin -dependent diabetes mellitus, NIDDM)。临床研究发现,90%以上的糖尿病为2型[1-4]。
 
临床统计资料显示,糖尿病是仅次于肿瘤、心血管系统疾病之后人类健康的第三大威胁。据世界卫生组织(World Health Organization, WHO)报道,2009 年全球糖尿病患者约2.2 亿,预计到2030 年全球糖尿病患者将达到3.6 亿[4]。另有资料显示,目前每年死于糖尿病超过120 万人[5]。
 
我国是糖尿病高发地区,持续的流调结果显示,我国糖尿病近年来表现两大明显态势:一是发病率持续升高,由1980 年的0.67%上升到2004 年的5.5%,到2011年,更是达到惊人的11.9%。也就是说,我国的糖代谢异常患者(包括糖尿病患者及糖尿病前期患者)人数超过1亿。二是发病人群的低龄化表现,即20~40岁年龄段的患者明显增加,占比约20%[6]。
此外,糖尿病作为一种慢性病,目前尚无根治途径,不仅需要持续治疗,影响患者的生活质量,而且费用不菲。WHO估计,2006~2015年,我国因糖尿病、心血管病、中风等会造成的经济损失高达5580亿美元[5,6]。
 
糖尿病对人类健康的巨大威胁使得其研究一直是全球关注的热点之一。
 
疾病动物模型是疾病防控研究的“活试剂”,也是药物临床前研发过程中病人的替代者。因此,模型动物研究必须聚焦三个根本要求:即模型与临床的一致性、模型的稳定性以及模型的复制效率。
 
当前,成熟且已商品化的糖尿病模型动物仅有大小鼠等啮齿类动物(如kkay小鼠、db/db小鼠、ZDF大鼠等),其他模型动物(如猪、狗、猫、兔、沙鼠等)虽有报道,但多处于研究或培育期,尚未形成稳定的种群,缺乏规模化生产供应基础。
 
然而,研究发现,目前培育的糖尿病模型动物(即啮齿类)通常只能部分反映与临床相似的疾病特征、发病机制和药物效应。如90%以上T2DM患者中出现的胰岛组织淀粉样病变并未在啮齿类动物模型中发生;以过氧化物酶激活受体(Peroxisome proliferator- activated receptor,PPARα/γ)等为靶点开发的激动剂药物在啮齿类模型动物上的效应和副作用与临床存在明显差异[7-9]。
 
啮齿类T2DM模型动物的缺陷,凸显了非人灵长类动物(Non-human primate, NHP)的比较优势。对自发性T2DM猴研究发现,发病动物的表观特征(老龄、肥胖等)、病程(由胰岛素抵抗、葡萄糖耐量降低到明显糖尿病症状)、胰岛组织的典型病理变化(中后期淀粉样病变)、并发症(糖尿性心血管疾病、糖尿性肾病、糖尿性视网膜病变等)都与人类高度相似[10-12]。到目前为止,比较研究认为,既能展现T2D临床典型特征(胰岛淀粉样病变),又能同时出现与临床相似的各种并发症,仅见于NHP模型动物。药物实验发现,一些临床上有效但在其他模型动物(如啮齿类T2D模型)上效应不明显的抗糖尿病药物(如基于大麻素1受体的激动剂——PF95453;胰高血糖素样肽1的类似物——依泽那太),在NHP模型动物上的效应与人类相近甚至完全一致[7]。非人灵长类T2D模型动物对于疾病发生发展、致病机制、风险因素、并发症以及药物开发的促进作用由此可见一斑。
 
除糖尿病外,NHP模型动物在其他疾病研究上也表现出明显的比较优势。如由辉瑞联合强生公司以及礼来公司投资超过10 亿美元研制的阿尔兹海默症单克隆抗体药物Bapineuzumab 和Solanezumab,虽然在鼠类模型上表现不俗,但Ⅲ期临床均惨遭失败,前者甚至还造成血管性脑水肿与脑沟积液等不良反。我国在新药研发上也有类似惨痛教训,2016年由第三军医大学研发的治疗性乙肝疫苗因使用病毒性鸭肝炎模型作为评价材料,分别被北大医院和浙大医院Ⅲ期临床宣告无效,导致新药所属单位重庆啤酒股价由最高点的80多元/股下跌到不到20元。
虽然鼠类实验动物为人类战胜疾病发挥了重要作用,并在108 项生理学或医学诺贝尔奖中有73 项直接依靠鼠类动物研究,而猩猩和猴子等NHP动物仅为18 项提供支持( https: / /fbresearch. org /medical-advances /nobel-prizes /) ,但是,鼠类动物的使用量较NHP高近三个数量级。此外,基于目前的药物研发模式,有统计表明,以啮齿类动物模型证实治疗安全有效的新药,在人体中测试中得到确认的约为10%,而使用NHP模型,新药成功率将提高3~5倍。正如2014 年Nature 杂志的评论所述,鼠类模型研究出的可能是“老鼠药”,以鼠类动物为基础研制的大量不可重现的临床前结果将是对医疗资源的巨大浪费[13]。
 
NHP的巨大优势和价值得益于其与人类更近的亲缘关系、遗传背景和表型特征,以及与人类更相似的生理解剖结构和生活习性等。在物种进化上,NHP与人类遗传距离约2千万年,而在2 亿年前人和鼠类就从共同祖先产生进化分歧。比较基因组学发现,猕猴等NHP动物的基因序列与人的相似性为94.5%,小鼠为84%,而非编码区差异更大。随着非编码区RNA研究的深入,以及更多功能的揭示,相信对三者之间的遗传差距会有更新的认识[14]。此外,NHP也是当前唯一具有相似于人月经周期表现的动物。基于上述种种,有学者形象将NHP比喻成是基础研究与临床医学之间的连接基础,有时甚至是唯一的桥梁。
 
二、非人灵长类动物糖尿病模型种群建立的技术研究
 
NHP动物的胰岛结构和血糖调节机制、T2DM病程和病理以及在新型药物如GLP-1等研发过程中的良好表现,充分说明建立NHP糖尿病种群的重要性。目前,对于NHP糖尿病种群建立,主要有如下三种途径:
 
(一)自然发病动物筛选
 
即通过对猴群监测,筛选自然发病个体。现已证实,除已实验动物化的恒河猴、食蟹猴等NHP品种外,其他如平顶猴、台湾猪尾猴等野外生活的NHP都可能自然发生T2DM。同时,研究表明,无论是舍养还是野外种群,T2DM发病率通常约3%。
 
我们前期对国内饲养的恒河猴和食蟹猴进行了调查和监测,结果发现,15岁龄以上的食蟹猴,出现高血糖(1年内3次空腹血糖值均在7.0mmol/L以上的动物)动物的比例为5.83%(56/960);另外,还有部分动物处于T2DM早期(即血糖值正常,但糖耐量受损;比例为1.25%,12/960)。而同期监测的720只恒河猴(年龄10~14岁动物362只,年龄15~21岁动物358只),高血糖高只有18只(2.50%,18/720),另有11只动物(1.53%,11/720)表现为糖耐量受损。
 
食蟹猴较恒河猴自发性糖尿病比例高,其原因尚不清楚。我们推测可能与动物自身以及人工饲养有关,因为恒河猴较同年龄的食蟹猴体型大20%~30%,基础代谢理论上高于食蟹猴,而在人工饲养条件下,饲料的饲喂量几乎一致(每只成年猴每天饲料量约150g),因此脂肪沉积极少,肥胖动物比例小,糖脂代谢障碍因此较少发生。
 
自发性糖尿病NHP模型虽然与临床高度一致,但因其数量不足,限制了模型动物在药物研发特别是新药临床前药效学评价中的价值。我们前期在雪莲等新药的药效学评价试验中发现,因自发性糖尿病动物数量少,且动物病程差异大,组内结果差异显著;实验后的病理发现,降糖效果差的动物胰岛淀粉样病变以及肝脏脂肪变性严重,而降糖效果较好的动物,两种组织结构基本正常。
 
与人T2DM发病状况相似,自发性糖尿病NHP动物多见于老年且肥胖个体,几乎已丧失繁育能力,难以形成稳定的繁殖种群。也就是说,通过监测筛选获得的自发性糖尿病NHP模型动物,难以形成稳定的种群。
 
(二)诱导型糖尿病NHP种群建立
 
诱导型糖尿病NHP疾病动物模型是指利用手术、药物、食物等手段,导致胰岛素生产和糖代谢障碍而形成的疾病模型。
 
其中,链脲佐菌素(streptozotocin, STZ)和四氧嘧啶(alloxan)是最经典、最快捷的糖尿病动物制备用药[15-18]。STZ和四氧嘧啶在包括NHP在内的多种动物上都获得广泛应用,其原理是这两种药物均能定向作用于胰岛β细胞,引起细胞死亡,导致胰岛素分泌不足。因此,由该类药物制备的糖尿病模型主要表现为T1DM。但也有研究认为,小剂量、多次给动物注射上述药物,可引起动物胰岛组织病变,最终发展成为表现T2DM特征的糖尿病模型。
 
胰腺组织切除或部分切除是糖尿病疾病动物模型制备的另一种操作模式。但全部切除可能出现胆汁外溢等其他不良表现;而部分切除又存在较长的代偿期,影响模型制备效率。最近,有文献报道,在部分切除的同时,给予小剂量的STZ等药物,即减少了药物对动物的致死影响,又克服了全切除的其他病理发生[15]。与STZ等药物造模一样,手术切除(或手术切除联合小剂量STZ注射)动物主要表现为胰岛素绝对量不足,属于T1DM。
 
参照人糖尿病的发病原因,给NHP动物饲喂高糖高脂饲料诱导动物发病,被认为是制备T2DM疾病动物模型的理想方式之一。但Wagner(2006)的研究证实[19],该方法需要2年的时间周期,且模型成功率低。作者给45 只食蟹猴饲喂高碳水化合物和低胆固醇食物(饲料中碳水化合物比例为60% ,且果糖含量达20%;粗蛋白和粗脂肪含量分别为18%和22%)一年,测试发现,猴的空腹血糖处于正常水平,但血糖浓度和胰岛素水平在个体中差别较大;8 只单独表现高胰岛素血症(Hyperinsulinemic,HI)猴以及10只糖耐量受损(impaired glucose tolerant,IPGT)猴的血糖值较其他猴明显增加,而同时具有高血清胰岛素和糖耐量受损的5只猴(HI+IGT)还出现肥胖,体重较对照组高约40%;继续饲喂一年,5 只HI+IGT 猴中的3 只以及10 只IGPT 猴中的1 只发展成为糖尿病。
 
Bremer等在饲喂高糖高脂饲料(Lab Diets 5047, Advance Protocol Old World Primate; PMI, St. Louis, MO, USA)的同时,给29只恒河猴每天提供500mL含75g果糖的饮料,持续12个月。结果29只猴均表现代谢综合症的一些特征(主要包括肥胖、胰岛素抵抗、血脂异常等),其中4只猴出现明显的T2DM表型(空腹血糖>126mg/dL)[20]。
虽然高糖高脂饲料能成功诱导NHP动物成为糖尿病模型,并且在饲料组成及饲喂方法上不断改进,但模型制备的低效率、高成本、长周期等缺陷仍然无法克服,既难以形成稳定的种群,也无法实现模型动物的规模化供应需求。
 
(三)基因修饰型糖尿病NHP种群建立
 
自从1982年parmiter得到世界上首例转基因 “超级小鼠”以来,基因工程动物为模型动物制备开启了新的途径。近年来,随着基因操作工具的不断发现,小发夹RNA(small hairpin RNA,shRNA)、锌指核酸酶(zinc finger nuclease,ZFNs)、转录激活样效应因子核酸酶(Transcription Activator- Like Effector Nucleases,TALENs)、成簇规律间隔短回文重复(clustered regularly interspaced short palindromic repeats,CRISPR)等新技术相继应用于动物基因组编辑,不仅简化了操作程序,而且显著提高了基因编辑效率[21, 22]。目前,基因编辑动物(主要是小鼠和大鼠)每年增加成千上万种,已成为模型动物制备最重要的途径。
 
与基因工程小鼠等动物制备相比,遗传修饰NHP动物存在制备效率、操作难度、研究成本等多个瓶颈。以至于致在转基因小鼠出生后近20年后,才获得世界上首例绿色荧光蛋白转基因猴[23]。但是,ZFNs、TALENs和CRISPR/cas9等高效基因编辑技术的成熟和应用,促使NHP基因编辑动物制备进入了快车道,亨廷顿舞蹈病、帕金森病、抑郁症等NHP疾病动物模型相继诞生[24,25]。
但是,对糖尿病而言,目前尚无相关NHP基因工程动物制备的研究报道。我们认为,制备基因工程NHP糖尿病模型动物可能存在以下几方面限制:一是临床发现,90%以上2型糖尿病患者表现为基因表达改变而非基因编码改变[26-28],虽然已证实某些T2DM患者的单基因突变是致病原因,但点突变患者在T2DM发病人群中的比例较低,因而基于该突变位点制备的基因工程动物在临床上的代表性存疑;二是人们利用全基因组关联分析(Genome-wide association studies, GWAS)在T2DM上发现了100多个关联SNP[26-28],显然要对如此多的DNA位点进行遗传操作,目前还存在技术困难。此外,灵长类动物的世代间隔长(5~6年),且为单胎,即使获得了能稳定遗传的糖尿病模型小样本,按照小鼠模型培育需要8~10代[29]计算,种群培育的漫长周期,使得该途径的可行性和实用性也大受影响。
 
(四)糖尿病易感NHP种群的筛选和建立
 
临床流行病学调查发现,对于糖尿病遗传家族人群,如果合理饮食及运动,可能减少疾病发生;相反,非糖尿病敏感人群,如果长期摄入高糖、高脂食物,且不注意运动等活动,也可能增加患病风险。也就是说,糖尿病是遗传因素和环境因素共同作用的结果[26-28]。根据糖尿病的上述特征,目前培育的糖尿病模型动物种群(如kkay小鼠、DZF大鼠等)主要通过表型选育获得。
正如前面上述,NHP自然发病动物多为中老年,且兼具世代间隔长和单胎等特点,表型选育难以形成稳定遗传的种群。
 
最近,我们实验室利用人T2DM的遗传数据,通过生物信息学挖掘——基因组映射——特定靶点高通量测序这一崭新途径,获得了猴T2DM关联SNP;建立了猴T2DM遗传风险评估模型;筛选建立了T2DM易感猴繁育种群。
 
首先,利用人T2DM的遗传数据,通过生物信息学分析,挖掘到可能人T2DM关联的基因组片段276个,将其映射到食蟹猴基因组。采用均衡病-健小样本(82/85)对上述特定靶点进行高通量测序,得到与T2DM关联的SNPs共99个。利用99个关联SNPs建立猴T2DM遗传风险评估模型,模型的预测结果与动物实际表型一致性为79.64%(133/167);而以关联程度最高的30个SNPs进行T2DM风险评估,其结果与99个SNPs基本一致。
 
进一步对两种遗传预测模型的风险系数进行统计分析,结果发现,当风险系数在0.4~0.6之间时,预测结果与动物实际表型差异较大(一致性约为62%~65%);而当风险系数≤0.4或者≥0.6时,预测结果与动物实际表型的一致性显著提高(大于80%)。基于上述统计结果,我们提出了T2DM易感猴的评价标准为:对99个SNPs位点进行测序,当99-SNPs和30-SNPs的风险系数同时≥0.6,该动物为T2DM易感个体;当两种模型获得的风险系数同时≤0.4,该动物为T2DM不敏感个体。利用该标准对所测试的167只猴进行分析,预测结果与实际表型的一致性超过85%。
 
最后,从所测试的表观正常猴中挑选T2DM高风险动物8只、中度风险动物6只(99-SNPs或30-SNPs的风险系数为0.4~0.6)和低风险动物13只,同时饲喂高能量饲料32 w。高风险动物在20 w左右开始出现高血糖表型,最终6只猴出现糖尿病病变(75.0%,6/8),1只猴虽然血糖值仍在正常水平,但糖耐量受损(12.5%,1/8),而另1只猴糖代谢正常(12.5%,1/8);6只中度风险动物,1只出现糖尿病病变(16.7%,1/6),3只仅表现糖耐量受损(50.0%,3/6),2只动物糖代谢正常(33.3%,2/6);而13只低风险动物,糖代谢全部正常。
 
目前,课题组测试了334只中青年繁殖猴,获得了86只(在猴群中的比例为25.75%)T2DM遗传高风险猴(即99-SNPs和30-SNPs风险系数同时≥0.6的动物)。其中雌性75只,雄性11只,根据雌雄动物SNP位点的基因型,86只T2D高风险猴组成了10个繁殖单元。
 
关联SNP研究以及遗传风险筛选为T2DM等复杂遗传性疾病NHP模型动物种群建立提供了新途径,但种群的遗传稳定性还需要后代表型分析支持。课题组将及时对T2DM敏感猴群的后代进行测试,以检验该方法的可靠性。
 
三、非人灵长类动物糖尿病模型种群的标准化研究
 
与人T2DM发病进程一样,NHP动物在疾病不同阶段展现不同特征,到疾病后期,因高糖损伤而导致的心脑血管系统、肾脏组织等综合症将直接威胁到动物生命。因此,猴群定期监测、饲养标准、发病动物护理是种群标准化研究的重要内容。
 
(一)NHP糖尿病模型种群监测
 
1、空腹血糖:尽管不断有T2DM新的诊断指标被报道,但空腹血糖值仍然是糖尿病最直接的诊断标准。对人而言,WHO标准为:当空腹血糖≥7.0 mmol/L时为显性糖尿病;餐后2 h血糖值>7.8 mmol/L时,为糖耐量受损。
 
而猴子等NHP动物的血糖值目前尚无统一标准。对正常猴与健康人群的血糖值比较发现,NHP动物的血糖值通常较人低1.0~1.77 mmol/L。因此,猴的空腹糖>5.6 mmol/L时,即可能患病[30]。但也有研究报道认为,以人的指标(即空腹血糖≥7.0 mmol/L)作为猴糖尿病依据更准确[20]。
 
与人不同的是,动物的空腹血糖容易受操作过程影响。比如剧烈的保定操作以及麻醉剂都可能导致血糖值异常波动。对于猴子等NHP动物,目前主要采用两种方法确认动物的实际血糖值。一是不同时间点的测定结果比较;二是使用对血糖几乎没有影响的麻醉剂(如氯胺酮,剂量为10mg/kg体重)镇静后测试[31]。
 
另外,猴子等NHP动物的空腹时间也有别于人和其他动物。猴等NHP动物口腔两侧有颊囊结构,摄食时部分食物首先储存于颊囊中,然后在返回口腔咀嚼消化。因此,在测定猴子等NHP的空腹血糖时,动物禁食时间较人和无颊囊动物长[20]。
 
我们反复比较了猴的空腹血糖测定,获得了较为稳定的结果。程序如下:猴禁食(不禁水)13~14 h;用10mg/kg体重氯胺酮肌肉注射麻醉;15~20min后采后肢静脉血1.5~2.0mL;离心收集血清;在生化仪上测定血糖值。
 
此外,在测定动物血糖值时,经常用血糖试纸条测定全血。我们在实验中发现,全血的血糖值通常较血清低0.3~0.7mmol/L。
 
2、糖耐量试验:与血糖值相比,糖耐量试验被认为是糖代谢正常与否的金标准。在人上,糖耐量试验包括口服葡萄糖耐量试验(oral glucose tolerance test,OGTT)和静脉注射葡萄糖耐量试验(intravenous glucose tolerance test,IVGTT)两种方式。
 
但对于NHP等动物而言,糖耐量试验主要采用IVGTT方法,以利于精确控制葡萄糖用量。我们对Bremer等[20]报道的方法进行了改进,即猴禁食13~14 h;肌肉注射麻醉氯胺酮10mg/kg体重;分别在麻醉剂注射后10~15min、20~25min采后肢静脉血两次,每次1.5~2.0mL;第二次采血后,同时静脉注射50%葡萄糖溶液1.2mL/kg体重;分别在葡萄糖注射后5、10、15、30、60、90、120、150min取后肢静脉血1.5~2.0mL;离心获得血清,测定血糖值和血清胰岛素。计算血清葡萄糖曲线下面积(Area under the curve of glucose tolerance test)、血清胰岛素曲线下面积(Area under the curve of blood insulin)、胰岛素敏感指数(insulin sensitivity index,ISI)。根据上述指标,可判定种群中不同动物所处的发病时期。
 
3、其他理化指标:除血糖和糖耐量试验外,对种群定期监测还包括以下指标:血清胰岛素、C反应蛋白、糖化血红蛋白、血脂(总胆固醇、HDL-C、LDL-C、TG、apoA1、apoB、apoC3等)、脂肪细胞激素(脂联素、瘦素等)、促炎标志物(CRP、MCP-1、PAI-1等分子)、体重(包括体重指数)、摄食量。虽然这些指标不是糖尿病的核心诊断标志,但可为动物的病程判定和划分提供有益帮助。
 
理论上,血清胰岛素、C反应蛋白和糖化血红蛋白对于糖尿病诊断有较高的价值和意义。但我们在猴研究中发现,血清胰岛素波动幅度太大,相反C反应蛋白和糖化血红蛋白又不敏感,不适合作为猴等NHP动物糖尿病的重要标志。
 
(二)NHP糖尿病模型种群饲养标准
 
高糖高脂饲料当前广泛应用于糖尿病模型动物制备,对于猴等NHP动物而言,目前已有商品化的高能量饲料。Bremer等[31]在饲喂商品化高能量饲料的同时,额外给予猴饮用含果糖(75g/天/只)的饮料,最终29只恒河猴饲喂一年后,4只猴发展成为显性糖尿病(空腹血糖值≥7.0 mmol/L),其余25只都表现代谢综合症的某些特征。
 
我们前期在T2DM遗传高风险猴的诱导实验中,根据动物营养需求、食物可口性、饲料坚硬度等指标,最终组成了如下高能量饲料配方:基础全价饲料55%;牛油25%;蔗糖7.0%;果糖7.0%;胆固醇1.0 %;酪蛋白3.0%;微量元素1.5%;复合维生素0.5%。利用该高能量饲料,动物最早在20 w即出现显性糖尿病表型(空腹血糖值≥7.0 mmol/L),饲喂32 w,8只T2DM遗传高风险猴有6只发展成为糖尿病。
 
而采用食物摄入量限制等措施,不仅延长了糖尿病猴的寿命,而且明显影响猴糖尿病的进程和并发症的发生。
 
这些研究表明,根据实际需求调整猴等NHP模型种群的饲料标准,既可减少动物本身的疾病痛苦,又能保证宝贵资源的最大利用。
 
(三)NHP糖尿病动物的护理
 
与人一样,猴等NHP动物一旦确诊为糖尿病,需要对发病动物进行精心护理,防止动物意外死亡,控制糖尿病性肾病、糖尿病性心血管系统疾病、糖尿病性眼病、糖尿病性周围神经病变等并发症。
 
Hansen等根据多年的研究结果,总结了一套糖尿病猴及其并发症的护理方案。其核心内容包括:(1)当猴首次被确诊为糖尿病时,动物体重将逐渐下降,此期如果不需要控制病情发展,动物不需要药物处理。(2)如果早期需要治疗,可给动物口服二甲双胍等、PPAR激动剂、吡格列酮等降糖;二甲双胍用量为500~1000mg/天/只,如果动物血糖值仍然处于高位,二甲双胍可加倍使用;二甲双胍通常可在一年或数年内能有效控制发病动物体重下降和并发症产生。(3)对于发病2~3年(也许时间更长)的动物,口服药物效果不佳,特别是动物出现高血糖(摄食后3~5 h血糖值超过160mg/dL)、体重急剧下降、尿糖和尿蛋白明显增加等临床表现时,可给予胰岛素治疗;最好选用长效胰岛素,初始剂量为1~2IU/只,也可根据动物的血糖控制情况,调整胰岛素用量。(4)当动物长期疾病而出现低血糖(35mg/dL)表现时,通常可能是因为使用了胰岛素,或者动物摄食量明显减少所致;护理上可通过提高食物和饮料的可口性增加动物摄食,也可通过胃管和静脉注射等方式补充葡萄糖,直到动物的血糖值达到120mg/dL以上;低血糖猴的治疗方案与患者完全相同,如果需要,甚至可给予胰高血糖素。
 
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